腺病毒免疫原性高，用于体内动物实验，更建议纯化腺病毒Ad。因为细胞裂解液包含有缺损颗粒、大量的 fiber 和penton 蛋白（细胞毒素）、介质、血清以及细胞碎片，如果病毒被注入动物体内，这些成分会引起强烈的免疫反应。
根据我的经验有以下几个原因：
（1）细胞可能被污染了，若发现早可根据具体污染的类型加入抑制污染剂及时补救；
（2）载体在抽提过程中，未进行去内毒素处理，转染进细胞后，产生毒性，导致细胞死亡，建议重新用去内毒素试剂盒抽提质粒；
（3）在转染前，细胞汇合率过高，使得培养基中营养物质耗尽，而代谢废物过多，从而导致细胞活性降低而死亡，建议如果不严重的话，在培养皿中补充新鲜培养基，若严重的话要重新铺细胞进行转染。
三种阴性对照的作用如下：
（1）阴性对照siRNA：
siRNA阴性对照（siRNA NC）组，siRNA 阴性对照不靶向任何基因，作为目的基因siRNA组的严格对照组，用于说明 siRNA 作用特异性。
（2）CY3或FAM标记阴性对照siRNA：
带荧光标记的siRNA阴性对照组，与阴性对照siRNA组的区别只在于带有荧光标记，用于指示转染效率，建议最好每一次实验都包含该组。（CY3：激发光550nm，发射光570nm；FAM：激发光492nm，发射光518nm。）
（3）RNAi阳性对照siRNA：
为什么我包装出来的慢病毒的滴度次次都不一样？
用siRNA做基因干扰，为什么要强调mRNA水平检测？可以直接检测蛋白和功能吗？
我想构建稳转株，但是听说有单克隆细胞株和多克隆细胞系，这两个有什么区别？
冻存后的细胞复苏了，但是为什么一直不贴壁？要怎么解决？
化学合成的siRNA 是双链小分子RNA；mimics也是双链小分子RNA；inhibitor是单链小分子RNA。一般我们在公司订购合成后，拿到的是干粉形式，常温运输，收到后我们先进行瞬时离心（如：速率1000rpm）沉淀下来干粉再使用无RNA酶的水进行溶解，溶解后可根据使用量分装，-20℃保存。
根据我的经验来说，我觉得有以下几个原因可参考：
①有些蛋白半衰期长，即使干扰也不一定能被很快降低，可以检测不同时间的比较看看；
②部分蛋白在胞内的翻译有一定效率，干扰降低mRNA，细胞可能进一步提高翻译的效率，导致蛋白受到的影响没有mRNA那么直接；
③蛋白在胞内有一定的代谢率，且是可变的，当表达减少，胞内蛋白降解效率也可能反向调节。
用mt-keima腺病毒感染细胞后观察线粒体自噬，这个建议直接将细胞铺到玻底/共聚焦培养皿中，后续成像需要在活细胞中进行，mt-keima不适合固定的细胞样品，因为固定会破坏溶酶体膜上的pH梯度而影响我们对自噬情况的观察的！
换液后直接加入新鲜完全培养基即可，不需要用PBS wash细胞。
我想通过荧光共振能量转移技术（FRET）验证两个蛋白的互作关系，这两种荧光该怎么选择？
我转染了带荧光标记的siRNA，为什么对照组和实验组的siRNA在荧光显微镜下都看不到光？
我想过表达SELENOP这个基因，但是为什么从NCBI下载的CDS序列中间有很多终止密码子，这还能正常表达这个蛋白吗？
我有一个验证过的有编辑效率的gRNA，之前一直在细胞上做实验的，效果很好，现在想把这个gRNA包成AAV，注射Cas9基因小鼠可以吗？
+ -的话，其实就是多克隆位点的顺序，可以结合质粒图谱看下，-的只不过是把+的多克隆位点反过来了~
不用和其它细胞分开培养箱放的；感染操作在安全柜进行即可，操作完后酒精喷下操作台擦拭干净即可。
可以的，不过需要注意的是：染目的基因抗体的话，这个基因内源外源都表达，看不出来转染效率的；但是如果带标签的话可以染标签抗体，只看外源的，不过对照组就染不出来了因为对照组没有标签蛋白的表达。
可以离心的，病毒液在冰上或者4℃化冻后，可以离心甩一下（离心不用太高速，就是低速甩下就好），然后用枪轻轻吹匀即可。
为什么做质粒转染的时候建议用无血清、无双抗的培养基？
我想在你们这做一个基因敲除单克隆株，但是敲除之后细胞会不会不生长啊？
我在构建质粒的时候看到有的同学把荧光和目的基因融合表达了，这么做有什么目的吗，我也需要这么构建吗？
我想过表达一个基因，但是为什么NCBI上显示有好多isoform，还有很多transcript variant，这些是什么意思？我应该选哪个做实验呢？
先放在4℃就可以啦，质粒是DNA，比较稳定的，要避免反复冻融。使用完之后可以放回-20℃，如果一管中质粒量很多，也可以再次分装之后于-20℃冻存。
使用嘌呤霉素成功筛选好稳转株后，后续培养仍需要加嘌呤霉素给予细胞选择压力来维持培养（嘌呤霉素浓度可以减半），或者也可以每隔一代加一次嘌呤霉素。
液体LB培养基中氨苄或卡那的常用工作浓度是50ug/ml。氨苄青霉素母液浓度一般配制为100mg/mL，卡那霉素母液浓度一般配制为50mg/mL。
MOI（Multiplicity of Infection，感染复数）是指每个细胞感染的病毒数，通常MOI越高，慢病毒整合到染色体的数量以及目的蛋白的表达量越高。
那么我们在对细胞进行慢病毒感染时，其所需要的病毒母液体积计算公式如下：
每孔加病毒量（uL）=[（MOI x 细胞数）/病毒滴度（TU/mL）] x 1000
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为什么在RNA的提取时。RNA总量会很低?
为什么制SDS-PAGE胶的时候总是漏胶？
VP（viral particles）反映病毒颗粒的总数（包括活性病毒和非活性病毒），由于在病毒制备过程中，每次活性病毒和非活性病毒的比率都不同， VP并不能反映有活性的病毒数量。
PFU（plaque formation unit）代表可感染的活性病毒的数量，能反映实验中所需要病毒的量。
IFU（infectious unit）相当于PFU。
应用VP作为检测病毒数目的单位会与实际应用的活性病毒的数量有很大出入，而用IFU或者PFU会得到比较一致的结果。