对照也检测到Flag标签可能有两个原因：一个可能是抗体的非特异性结合，导致出现非特异性条带，建议更换特异性较好的抗体；另一个可能是蛋白样品存在交叉污染，注意优化细胞培养、提蛋白及上样时

如果排除调控目的基因会致死的原因，这种情况很可能跟细胞状态有很大关系，即在感染前后细胞状态就已经下降，此时还未表现出大量死亡的现象，但一经消化传代后，细胞状态也在持续下降，导致可能出现有大量细胞飘起或不再贴壁。因此进行感染前要注意将细胞状态先调整好，例如适当提高血清浓度、定时换液等操作；或是选用状态好的细胞。

有的。分子伴侣介导自噬（CMA）的底物中均含有一个能被分子伴侣HSC70

CCK-8试剂盒不适合用于检测含有色素或颜色的样品，可能会影响检测结果；另外含有还原剂的样品在加入CCK-8

答案是可以的，但是有风险、有条件的。通过AAV利用Crispr/Cas9技术做在体敲除，理论上可以实现但实

AAV的表达高峰在注射后3-4周，然后结合动物造模的时间、注射

遇到表达的荧光蛋白亮度较低时，我们可以考虑以下几个可能的因素：

① 荧光蛋白本身的亮度较低，换亮度高的即可；

荧光共振能量转移（FRET）是指被激发后的荧光蛋白供体将能量向其附近非激发状态的荧光蛋白受体转移，使受体蛋白被激发，并表现为

AAV血清型是针对病毒感染特性而言的，而特异性启动子的作用是在于病毒感染后的基因表达层面。通常所说的特异性启动子是指组织／细胞特异性启动子或器官特异性启动子，它是来源于只在某些特定组织或器官表达的基因的启动子，且该启动子的活性较好，在其特异性表达功能的加持下使得具有特异性血清型的AAV靶向表达更强。然而需要清楚的一点是，生物体内细胞表达调控非常复杂，实际应用过程中并非所有特异性启动子会都严格遵循表达特异性，在一定程度上讲可以定义为相对特异性。另外，动物的状态、注射方式、操作手法等都会影响AAV的感染效率。要是拿不准该怎么选择或者效果如何，建议先进行预实验摸索。

可以在PCR扩增目的片段时选用兼容大片段的高保真酶

这类情况可能是以下原因导致的：① 感受态转化效率低，需更换新的感受态；② 使用的抗生素种类与质粒的抗性不一致；③ 连接步骤中目的片段与载体的比例失衡；④ 插入片段体系中含有金属络合剂等杂质，使连接酶失活而导致构建失败，注意纯化目的片段PCR产物即可；⑤ 转化过程中加入了过多的质粒，导致转化效率降低，质粒体积不应超过感受态细胞体积的1/10。

质粒转染过程种有很多因素会影响转染效率，以下列举一些常见的因素作参考：

① 细胞类型：不同类型的细胞对外源DNA的摄取和转录表达能力存在差异，有些细胞内具有较强的内质网、溶酶体等限制因素，较难接受外源质粒DNA进入细胞，可通过查阅文献和预实验进行检验。

② 细胞状态和密度：转染时要选择细胞对数生长期，细胞密度在50%-80%最佳，细胞密度过高会严重影响细胞状态，进而导致转染效率下降；密度太低可能会使被没有转入质粒的细胞淹没。如果细胞状态不好或密度不适合，最好做相应的调整后再进行转染，否则只会造成浪费。另外细胞污染也是导致细胞状态差的常见因素。

AAV（腺相关病毒）感染小鼠肺部，有哪些血清型，以及注射方式？

荧光发光在生物体内有良好的穿透力，可用于活体成像。红光的穿透性在小动物体内比蓝绿光的穿透性要好得多，随着发光信号在体内深度的增加，波长越接近 900nm的光线

涉及荧光蛋白应用时，选择合适的荧光蛋白是实验成功关键之一。可以从八个方面考虑：

① 激发峰

腺病毒用于体内感染更推荐使用纯化腺病毒，因为包毒过程中细胞裂解液含有缺损颗粒、大量的fiber和细胞毒素等物质，这些成分进入动物体内会引起强烈的免疫反应。

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细胞感染慢病毒后细胞不长，可能的原因有那些 ？