293t细胞包装病毒，包装时的10%DMEM中加入1%非必须氨基酸和丙酮酸钠，包装系统是PLVX-PURO（10 μg）、PSPAX2（7.5 μg）、PMD2G（2.5 μg）。在10cm皿中，收取48h（10ml）和72h（10ml）含病毒培养液，混合后用0.22微米的滤膜过滤，分装后保存于-80℃冰箱，使用前化冻，感染时六孔板中细胞融合率大约在50%，病毒体积设置了1ml、3ml、5ml梯度，polybrene浓度为5μg/mL，感染12h后换完全培养液，但是蛋白表达程度并没有随体积而增强，因为加入5ml病毒原液的皿中有很多细胞感染后死亡，所以我感觉病毒量应该够了，想不出原因，有人知道吗？

从公司买的慢病毒，看了说明书慢病毒感染细胞不要超过24小时，实验室师兄说可感染72小时都没事，只要细胞状态可以，我感染了48小时后换成正常培养基，细胞状态差点，48小时荧光已经很强，但今天做WB和contral组比没有差别（3组不同的细胞系），是不是感染时间太长，影响蛋白的合成，还是病毒的问题？（我的是分泌蛋白，细胞中表达量高，抗体CST的一秒就爆了）

我构建了新城疫病毒几个结构蛋白的质粒，据文献报导将这几个质粒共转染细胞，细胞上清中会含有病毒粒子。我想收集细胞上清，通过蔗糖密度梯度离心得到病毒粒子用于WB。想问问大家我如果通过蔗糖密度梯度离心得到病毒粒子，我质粒需要转染几皿细胞（10毫升）才能满足收集到的病毒粒子跑WB？

请教各位大牛，经常看到AAV病毒不同血清型对不同组织器官的亲和力不同，奈何查不到不同的血清型病毒是如何来的，是否因包装载体不同而进行区分呢？有文献或者链接可以参考吗？

因实验需要，需要向乳腺癌细胞231中转染CRISPR融合蛋白质粒，如果不算慢病毒本身的骨架，就有有13000bp，加上慢病毒，可能就超过15000bp。现在很纠结要不要采用慢病毒包装，因为不知道慢病毒转染大质粒的效率。请教各位大佬

谁用过他莫昔芬诱导cre小鼠条件表达的么？用量大概是多少呢？网上查的好像差别不一，有用过望告知下，感谢！

在包AAV病毒，用的是心肌特异的启动子，质粒酶切鉴定都没问题，包出来的病毒，用lysis buffer三次冻融后取粗上清感染293发现没看到荧光。包的是GFP的质粒.是不是就算失败了。我本来想看到荧光再去纯化，要不纯化一次成本太高。但我真的不知道原因到底在哪里？转染效率挺高的，收病毒前拍照绿色荧光也挺亮的。求大神指点~

腺病毒转染以前铺6孔板提取蛋白做WB，想能够多得到一些蛋白，直接在细胞培养瓶转染可以吗？提取蛋白操作都一样吗？谢谢大神呢